АДАПТАЦИЯ ПЕРВИЧНЫХ РЕАКЦИЙ ФОТОСИНТЕЗА В КЛЕТКАХ CHLAMYDOMONAS REINHARDTII К ДЕЙСТВИЮ КАДМИЯ: АНАЛИЗ ГЕТЕРОГЕННОСТИ ПОПУЛЯЦИИ

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Доступ платный или только для подписчиков

Аннотация

Исследованы механизмы адаптации первичных реакций фотосинтеза у зеленой микроводоросли Chlamydomonas reinhardtii к действию кадмия путем изучения динамики распределения ключевых показателей фотосинтеза в популяции клеток. Синхронную культуру микроводорослей инкубировали в течение 96 ч в присутствии 25 мкМ кадмия и регистрировали OJIP-кривые у индивидуальных клеток на разных этапах инкубации с токсикантом с помощью оригинального микрофлуориметра. Анализ OJIP-кривых позволил определить распределение среди клеток ключевых параметров JIP-теста: FV/FM, ЕТО/ABS, RC/ABS, которые характеризуют фотохимическую активность ФС II, электронный транспорт в ФС II и поглощение света активным центром ФС II. Адаптация первичных реакций фотосинтеза микроводорослей к действию кадмия сопровождалась появлением в культуре двух сравнимых по вкладу фракций клеток, которые сохраняли стабильность фотосинтетических характеристик в условиях индуцированного токсикантом нарушения энергетического баланса. Клетки первой фракции сохраняли умеренную активность ФС II за счет уменьшения размера антенны ФС II, в то время как клетки второй фракции обладали низкой фотохимической активностью ФС II, сохраняя размер антенны близкий контрольным клеткам.

Об авторах

А. А Волгушева

Биологический факультет Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова

Москва, Россия

И. В Конюхов

Биологический факультет Московского государственного университета имени М.В. Ломоносова

Москва, Россия

Т. К Антал

Псковский государственный университет

Email: taras_an@mail.ru
Лаборатория комплексных экологических исследований Псков, Россия

Список литературы

  1. Магданова Л. А. и Голясная Н. В. Гетерогенность как адаптивное свойство бактериальной популяции. Микробиология, 82 (1), 3–13 (2013). doi: 10.7868/S0026365613010072
  2. Wang X. and Wang W. X. Cell cycle-dependent Cu uptake explained the heterogenous responses of Chlamydomonas to Cu exposure. Environ. Pollut., 319, 121013 (2023). doi: 10.1016/j.envpol.2023.121013
  3. Altschuler S. J. and Wu L. F. Cellular heterogeneity: do differences make a difference? Cell, 141 (4), 559–563 (2010). doi: 10.1016/j.cell.2010.04.033
  4. Damodaran S. P., Eberhard S., Boitard L., Rodriguez J. G., Wang Y., Bremond N., Baudry J., Bibette J., and Wollman F. A. A millifluidic study of celltocell heterogeneity in growth-rate and cell-division capability in populations of isogenic cells of Chlamydomonas reinhardtii. PLoS One, 10 (3), e0118987 (2015). doi: 10.1371/journal.pone.0118987
  5. Yan P., Guo J. S., Zhang P., Xiao Y., Li Z., Zhang S. Q., Zhang Y. X., and He S. X. The role of morphological changes in algae adaptation to nutrient stress at the singlecell level. Sci. Total Environ., 754, 142076 (2021). doi: 10.1016/j.scitotenv.2020.142076
  6. Volgusheva A. A., Todorenko D. A., Konyukhov I. V., Voronova E. N., Pogosyan S. I., Plyusnina T. Y., Khruschev S. S., and Antal T. K. Acclimation Response of Green Microalgae Chlorella Sorokiniana to 2,3',4,4',6-Pentachlorobiphenyl. Photochem. Photobiol., 99 (4), 1106–1114. (2023). doi: 10.1111/php.13771
  7. Schansker G., Toth S. Z., Kovacs L., Holzwarth A. R., Garab G. Evidence for a fluorescence yield change driven by a light-induced conformational change within photosystem II during the fast chlorophyll a fluorescence rise. Biochim. Biophy.s Acta, 1807 (9), 1032–43 (2011). doi: 10.1016/j.bbabio.2011.05.022
  8. Vredenberg W. J., Bulychev A. Photoelectric effects on chlorophyll fluorescence of photosystem II in vivo. Kinetics in the absence and presence of valinomycin. Bioelectrochemistry, 60 (1–2), 87–95 (2003). doi: 10.1016/s1567-5394(03)00053-7
  9. Stirbet A. and Govindjee. Chlorophyll a fluorescence induction: a personal perspective of the thermal phase, the J-I-P rise. Photosynth. Res., 113 (1–3), 15–61 (2012). doi: 10.1007/s11120-012-9754-5
  10. Sipka G. B., Magyar M., Mezzetti A., Akhtar P., Zhu Q., Xiao Y., Han G., Santabarbara S., Shen J. R., Lambrev P. H., and Garab G. Light-adapted chargeseparated state of photosystem II: structural and functional dynamics of the closed reaction center. Plant Cell, 33 (4), 1286–1302 (2021). doi: 10.1093/plcell/koab008
  11. Strasser R. J., Tsimilli-Michael M., and Srivastava A. In Chlorophyll fluorescence: a signature of photosynthesis, Eds. by G. C. Papageorgiou and Govindjee (Springer, Dordrecht, 2004), p. 321. doi: 10.1007/978-1-40203218-9_12
  12. Lazar D. The polyphasic chlorophyll a fluorescence rise measured under high intensity of exciting light. Funct. Plant Biol., 33 (1), 9‒30 (2006). doi: 10.1071/FP05095
  13. Todorenko D., Volgusheva A., Timofeev N., Kovalenko I., Matorin D., and Antal T. Multiple in vivo Effects of cadmium on photosynthetic electron transport in pea plants. Photochem. Photobiol., 97 (6), 1516‒1526 (2021). doi: 10.1111/php.13469
  14. Volgusheva A., Todorenko D., Baizhumanov A., Chivkunova O., Solovchenko A., and Antal T. Cadmiumand chromium-induced damage and acclimation mechanisms in Scenedesmus quadricauda and Chlorella sorokiniana. J. Appl. Phycol., 34, 1435–1446 (2022). doi: 10.1007/s10811-022-02747-6
  15. Kuznetsov A. G., Konyukhov I. V., Pogosyan S. I., and Rubin A. B. Microfluorimeter for studying the state of photosynthetic apparatus of individual cells of microalgae Oceanology, 61 (6), 1055–1063 (2021). doi: 10.1134/S0001437021060278
  16. Погосян С. И., Сивченко М. А. и Максимов В. Н. Физиологическая гетерогенность популяции микроводорослей. Классификация цинобиев Scenedesmus quadricauda по типам кривых индукции флуоресценции хлорофилла. Изв. РАН. Сер. биол., 3, 337‒373 (1996).
  17. Voronova E. N., Il’ash L.V., Pogosyan S. I., Ulanova A. Yu., Matorin D. N., Man-gi Cho, and Rubin A. B. Intrapopulation heterogeneity of the fluorescence parameters of the marine plankton alga Thalassiosira weissflogii at various nitrogen levels. Microbiology, 78, 419–427 (2009). doi: 10.1134/S0026261709040043
  18. Волгушева А. А., Конюхов И. В. и Антал Т. К. Оценка первичных реакций фотосинтеза в индивидуальных клетках микроводорослей микрофлуориметрическим методом. Вестн. МГУ. Сер. 16. Биология, 78 (3), 170-177 (2023). doi: 10.55959/MSU0137-0952-16-78-3-4
  19. Harris E. H. The Chlamydomonas Sourcebook: A Comprehensive Guide to Biology and Laboratory Use. Ed. By E. H. Harris (Academic Press, San Diego, 1989). doi: 10.1126/science.246.4936.1503-a
  20. Маторин Д. Н., Осипов В. А., Яковлева О. В. и Погосян С. И. Определение состояния растений и водорослей по флуоресценции хлорофилла (МАКС Пресс, Москва, 2010)
  21. Маторин Д. Н. и Рубин А. Б. Флуоресценции хлорофилла высших растений и водорослей (Ижевский иститут комьютерных исследований, ИжевскМосква, 2012).
  22. Маторин Д. Н. и Горячев С. Н. Флуоресценция хлорофилла микроводорослей в биотестировании загрязнений (Альтекс, Москва, 2017).
  23. Thiriet-Rupert S., Gain G., Jadoul A., Vigneron A., Bosman B., Carnol M., Motte P., Cardol P., Nouet C., and Hanikenne M. Long-term acclimation to cadmium exposure reveals extensive phenotypic plasticity in Chlamydomonas. Plant Physiol., 187 (3), 1653‒1678 (2021). doi: 10.1093/plphys/kiab375

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать

© Российская академия наук, 2024