Распределение рецепторов прогестерона и мембранного компонента рецептора прогестерона в различных органах и тканях самцов и самок крыс

Обложка

Цитировать

Полный текст

Открытый доступ Открытый доступ
Доступ закрыт Доступ предоставлен
Доступ закрыт Только для подписчиков

Аннотация

Прогестерон регулирует репродуктивные процессы и влияет на многие функции различных нерепродуктивных органов. Его эффекты в организме млекопитающих и человека опосредуется ядерными (nPRs) и мембранными рецепторами прогестерона (mPRs). Действие прогестерона через разные типы рецепторов существенно различается, а также имеет тканеспецифические особенности. Экспрессия известных типов и подтипов рецепторов прогестерона в тканях самцов и самок крыс изучена фрагментарно. Целью нашей работы было изучение экспрессии пяти генов mPRs, а также гена nPRs и мембранного компонента рецептора прогестерона PGRMC I в репродуктивных органах и в 17 нерепродуктивных тканях самцов и самок крыс методом обратной транскрипции с последующей ПЦР в реальном времени. В данной работе было показано, что высокий уровень экспрессии гена nPRs у крыс обнаруживается не только в репродуктивных органах самок (матка, яичник, молочные железы), но и в семенных пузырьках самцов, в мозге и в трахее у обоих полов, в сосудах и в поджелудочной железе самок. Самый высокий уровень экспрессии генов mPRs всех субтипов обнаружен в семенниках, а экспрессия гена, кодирующего nPRs, в них практически не выявляется. В печени и селезенке самцов и самок крыс также была выявлена экспрессия генов, кодирующих mPRs, а экспрессия гена, кодирующего nPRs, была на фоновом уровне. Не выявляется экспрессия генов nPRs, mPRs и мембранного компонента прогестеронового рецептора (PGRMC I) в мышцах, очень низок ее уровень в сердце у животных обоего пола. Было показано, что экспрессии мРНК ядерных и мембранных рецепторов у крыс в нерепродуктивных тканях зависит от пола. У самок преобладает транскрипция nPRs и трех субтипов mPRs (α, β, δ), а у самцов двух субтипов mPRs (γ, ε). Данные о наличии рецепторов прогестерона в тканях, не участвующих в репродукции, подтверждают действие прогестерона на эти органы. Высокие уровни мРНК различных рецепторов прогестерона в тканях самцов крыс, таких как поджелудочная железа, легкие, почка, трахея, свидетельствуют о важной физиологической роли прогестинов не только у самок, но и у самцов, которая пока мало изучена. В работе также обсуждаются известные функции рецепторов прогестерона в исследованных тканях.

Полный текст

Доступ закрыт

Об авторах

А. Д. Дмитриева

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: schelkunova-t@mail.ru

биологический факультет

Россия, Москва, 119991

И. А. Морозов

Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН

Email: schelkunova-t@mail.ru
Россия, Москва, 119991

А. М. Кархов

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: schelkunova-t@mail.ru

биологический факультет

Россия, Москва, 119991

П. М. Рубцов

Институт молекулярной биологии им. В.А. Энгельгардта РАН

Email: schelkunova-t@mail.ru
Россия, Москва, 119991

О. В. Смирнова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Email: schelkunova-t@mail.ru

биологический факультет

Россия, Москва, 119991

Т. А. Щелкунова

Московский государственный университет имени М.В. Ломоносова

Автор, ответственный за переписку.
Email: schelkunova-t@mail.ru

биологический факультет

Россия, Москва, 119991

Список литературы

  1. Guennoun R., Labombarda F., Gonzalez Deniselle M.C., Liere P., De Nicola A.F., Schumacher M. 2015. Progesterone and allopregnanolone in the central nervous system: Response to injury and implication for neuroprotection. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 146, 48–61. https://doi.org/10.1016/j.jsbmb.2014.09.001
  2. González-Orozco J.C., Camacho-arroyo I. 2019. Progesterone actions during central nervous system development. Front. Neurosci. 13, 503. https://doi.org/10.3389/fnins.2019.00503.
  3. Schuffner A.A., Bastiaan H.S., Duran H.E., Lin Z.Y., Morshedi M., Franken D.R., Oehninger S. 2002. Zona pellucida-induced acrosome reaction in human sperm: Dependency on activation of pertussis toxin-sensitive G(i) protein and extracellular calcium, and priming effect of progesterone and follicular fluid. Mol. Hum. Reprod. 8, 722–727. https://doi.org/10.1093/molehr/8.8.722.
  4. Oettel M., Mukhopadhyay A.K. 2004. Progesterone: The forgotten hormone in men? Aging Male 7, 236–257. https://doi.org/10.1080/13685530400004199.
  5. Polikarpova A.V., Levina I.S., Sigai N.V., Zavarzin I.V., Morozov I.A., Rubtsov P.M., Guseva A.A., Smirnova O.V., Shchelkunova T.A. 2019. Immunomodulatory effects of progesterone and selective ligands of membrane progesterone receptors. Steroids. 145, 5–18. https://doi.org/10.1016/j.steroids.2019.02.009.
  6. Stelmanska E., Szrok S., Swierczynski J. 2015. Progesterone-induced down-regulation of hormone sensitive lipase (Lipe) and up-regulation of G0/G1 switch 2 (G0s2) genes expression in inguinal adipose tissue of female rats is reflected by diminished rate of lipolysis. J. Steroid Biochem. Mol. Biol. 147, 31–39. https://doi.org/10.1016/j.jsbmb.2014.11.017.
  7. Seifert-Klauss V., Prior J.C. 2010 Progesterone and bone: Actions promoting bone health in women. J. Osteoporos. 2010, 845180. https://doi.org/10.4061/2010/845180.
  8. Щелкунова Т.А., Морозов И.А. 2015. Молекулярные основы и тканевая специфичность действия прогестинов. Мол. биол. 49, 728–748. http://doi.org/10.7868/S0026898415050158.
  9. Zhu Y., Bond J., Thomas P. 2003. Identification, classification, and partial characterization of genes in humans and other vertebrates homologous to a fish membrane progestin receptor. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 100, 2237–2242. https://doi.org/10.1073/pnas.0436133100.
  10. Pang Y., Dong J., Thomas P. 2013. Characterization, neurosteroid binding and brain distribution of human membrane progesterone receptors δ and ε (mPRδ and mPRε) and mPRδ involvement in neurosteroid inhibition of apoptosis. Endocrinology. 154, 283–295. https://doi.org/10.1210/en.2012–1772.
  11. Thomas P., Pang Y., Dong J. 2014. Enhancement of cell surface expression and receptor functions of membrane progestin receptor α (mPRα) by progesterone receptor membrane component 1 (PGRMC I): Evidence for a role of PGRMC I as an adaptor protein for steroid receptors. Endocrinology. 155, 1107–1119. https://doi.org/10.1210/en.2013–1991.
  12. Sleiter N., Pang Y., Park C., Horton T.H., Dong J., Tomas P., Levine J.E. 2009. Progesterone receptor A (PRA) and PRB independent effects of progesterone on gonadotropin releasing hormone release. Endocrinology. 150, 3833–3844. https://doi.org/10.1210/en.2008–0774.
  13. Camilletti M.A., Abeledo-Machado A., Perez P.A., Faraoni E.Y., De Fino F., Rulli S.B., Ferraris J., Pisera D., Gutierrez S., Thomas P., Díaz-Torga G. 2019. mPRs represent a novel target for PRL inhibition in experimental prolactinomas. Endocr. Relat. Cancer. 26, 1–14. https://doi.org/10.1530/ERC-18–0409.
  14. Flock G.B., Cao X., Maziarz M., Drucker D.J. 2013. Activation of enteroendocrine membrane progesterone receptors promotes incretin secretion and improves glucose tolerance in mice. Diabetes. 62, 283–290. https://doi.org/10.2337/db12–0601.
  15. Tan W., Pang Y., Tubbs C., Thomas P. 2019. Induction of sperm hypermotility through membrane progestin receptor alpha (mPRα): A teleost model of rapid, multifaceted, nongenomic progestin signaling. Gen. Comp. Endocrinol. 279, 60–66. https://doi.org/10.1016/j.ygcen.2018.12.002.
  16. Karteris E., Zervou S., Pang Y., Dong J., Hillhouse E.W., Randeva H.S., Thomas P. 2006. Progesterone signaling in human myometrium through two novel membrane G protein coupled receptors: Potential role in functional progesterone withdrawal at term. Mol. Endocrinol. 20, 1519–1534. https://doi.org/10.1210/me.2005–0243.
  17. Pang Y., Dong J., Thomas P. 2015. Progesterone increases nitric oxide synthesis in human vascular endothelial cells through activation of membrane progesterone receptor-α. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 308, E899–E911. https://doi.org/10.1152/ajpendo.00527.2014.
  18. Щелкунова Т.А., Морозов И.А. 2016. Прогестины и канцерогенез. Мол. биол. 2016. 50, 10–26. http://doi.org/ 10.7868/S0026898416010171.
  19. Dosiou C., Hamilton A.E., Pang Y., Overgaard M.T., Tulac S., Dong J., Thomas P., Giudice L.C. 2008. Expression of membrane progesterone receptors on human T lymphocytes and Jurkat cells and activation of G-proteins by progesterone. J. Endocrinol. 196, 67–77. https://doi.org/10.1677/JOE-07–0317.
  20. Frye C.A., Walf A.A., Kohtz A.S., Zhu Y. 2013. Membrane progestin receptors in the midbrain ventral tegmental area are required for progesterone-facilitated lordosis of rats. Horm. Behav. 64, 539–545. https://doi.org/10.1016/j.yhbeh.2013.05.012.
  21. Zuloaga D.G., Yahn S.L., Pang Y., Quihuis A.M., Oyola M.G., Reyna A., Thomas P., Handa R.J., Mani S.K. 2012. Distribution and estrogen regulation of membrane progesterone receptor-β in the female rat brain. Endocrinology. 153, 4432–4443. https://doi.org/10.1210/en.2012–1469.
  22. Intlekofer K.A., Petersen S.L. 2011. Distribution of mRNAs encoding classical progestin receptor, progesterone membrane components 1 and 2, serpine mRNA binding protein 1, and progestin and ADIPOQ receptor family members 7 and 8 in rat forebrain. Neuroscience. 172, 55–65. https://doi.org/10.1016/j.neuroscience.2010.10.051.
  23. Petersen S.L., Intlekofer K.A., Moura-Conlon P.J., Brewer D.N., Del Pino Sans J., Lopez J.A. 2013. Novel progesterone receptors: Neural localization and possible functions. Front. Neurosci. 7, 164. https://doi.org/10.3389/fnins.2013.00164.
  24. Cai Z., Stocco C. 2005. Expression and regulation of progestin membrane receptors in the rat corpus luteum. Endocrinology. 146, 5522–5532. https://doi.org/10.1210/en.2005–0759.
  25. Yoshida A., Yasuda K., Okada H. 2024. Changes in the conflicting nongenomic effects of progesterone in rat myometrium during pregnancy. Life Sci. 340, 122454. https://doi.org/10.1016/j.lfs.2024.122454.
  26. Livak K.J., Schmittgen T.D. 2001. Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2–ΔΔCT method. Methods. 25, 402–408. https://doi.org/10.1006/meth.2001.1262.
  27. Svingen T., Letting H., Hadrup N., Hass U., Vinggaard A.M. 2015. Selection of reference genes for quantitative RT-PCR (RT-qPCR) analysis of rat tissues under physiological and toxicological conditions. PeerJ. 24, e855. https://doi.org/10.7717/peerj.855.
  28. Liman S.V., Kara C.O., Bir F., Yildirim B., Topcu S., Sahin B. 2005. The effects of estradiol and progesterone on the synthesis of collagen in tracheal surgery. Int. J. Pediatr. Otorhinolaryngol. 69, 1327–1331. https://doi.org/10.1016/j.ijporl.2005.03.028.
  29. Pang Y., Thomas P. 2018. Progesterone induces relaxation of human umbilical cord vascular smooth muscle cells through mPRα (PAQR7). Mol. Cell. Endocrinol. 474, 20–34. https://doi.org/10.1016/j.mce.2018.02.003.
  30. Pang Y., Thomas P. 2019. Role of mPRα (PAQR7) in progesterone-induced Ca2+ decrease in human vascular smooth muscle cells. J. Mol. Endocrinol. 63, 199–213. https://doi.org/10.1530/JME-19–0019.
  31. Pang Y., Thomas P. 2021. Involvement of sarco/endoplasmic reticulum Ca2+-ATPase (SERCA) in mPRα (PAQR7)-mediated progesterone induction of vascular smooth muscle relaxation. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metabol. 320, E453–E466. https://doi.org/10.1152/ajpendo.00359.2020.
  32. Straub S.G., Sharp G.W., Meglasson M.D., De Souza C.J. 2002. Progesterone inhibits insulin secretion by a membrane delimited, non-genomic action. Biosci. Rep. 21, 653–666. https://doi.org/10.1023/A:1014773010350.
  33. Charles N.J., Thomas P., Lange C.A. 2010. Expression of membrane progesterone receptors (mPR/PAQR) in ovarian cancer cells: implications for progesterone induced signaling events. Horm. Cancer. 1, 167–176. https://doi.org/10.1007/s12672–010–0023–9.
  34. Nieuwenhuizen A.G., Schuiling G.A., Liem S.M.S., Moes H., Koiter T.R., Uilenbroek J.T. 1999. Progesterone stimulates pancreatic cell proliferation in vivo. Eur. J. Endocrinol. 140, 256–263. https://doi.org/10.1530/eje.0.1400256.
  35. Piccinato C.A., Rosa G.J.M., N'jai A.U., Jefcoate C.R., Wiltbank M.C. 2013. Estradiol and progesterone exhibit similar patterns of hepatic gene expression regulation in the bovine model. PLoS One. 17, e73552. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0073552.
  36. Magkos F., Mittendorfer B. 2009. Gender differences in lipid metabolism and the effect of obesity. Obstet Gynecol. Clin. North Am. 36, 245–265. https://doi.org/10.1016/j.ogc.2009.03.001.
  37. Mackern-Oberti J.P., Jara, E.L., Riedel C.A., Kalergis A.M. 2017. Hormonal modulation of dendritic cells differentiation, maturation and function: Implications for the initiation and progress of systemic autoimmunity. Arch. Immunol. Ther. Exp. (Warsz). 65, 123–136. https://doi.org/10.1007/s00005–016–0418–6.
  38. Yang L., Li X., Zhao J., Hou Y. 2006. Progesterone is involved in the maturation of murine spleen CD11c-positive dendritic cells. Steroids. 71, 922–929. https://doi.org/10.1016/j.steroids.2006.07.001.
  39. Packhäuser K.R.H., Roman-Sosa G., Ehrhardt J., Krüger D., Zygmunt M., Muzzio D.O. 2017. A kinetic study of CD83 reveals an upregulation and higher production of sCD83 in lymphocytes from pregnant mice. Front. Immunol. 8, 486. https://doi.org/10.3389/fimmu.2017.00486.
  40. Stanojević S., Kovačević-Jovanović V., Dimitrijević M., Vujić V., Ćuruvija I., Blagojević V., Leposavić G. 2015. Unopposed estrogen supplementation/progesterone deficiency in post-reproductive age affects the secretory profile of resident macrophages in a tissue-specific manner in the rat. Am. J. Reprod. Immunol. 74, 445–456. https://doi.org/10.1111/aji.12424.
  41. Sharif M., Kerns K., Sutovsky P., Bovin N., Miller D.J. 2021. Progesterone induces porcine sperm release from oviduct glycans in a proteasome-dependent manner. Reproduction. 161, 449–457. https://doi.org/10.1530/REP-20–0474.
  42. Mirihagalle S., Hughes J.R., Miller D.J. 2022. Progesterone-induced sperm release from the oviduct sperm reservoir. Cells. 11, 1622. https://doi.org/10.3390/cells11101622.
  43. Cai X., Clapham D.E. 2008. Evolutionary genomics reveals lineage-specific gene loss and rapid evolution of a sperm-specific ion channel complex: CatSpers and CatSperβ. PLoS One. 3, e3569. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0003569.
  44. Thomas P., Tubbs C., Garry V. F. 2009. Progestin functions in vertebrate gametes mediated by membrane progestin receptors (mPRs): Identification of mPRα on human sperm and its association with sperm motility. Steroids. 74, 614–621. https://doi.org/10.1016/j.steroids.2008.10.020.
  45. de Vries G.J., Forger N.G. 2015. Sex differences in the brain: a whole body perspective. Biol. Sex Differ. 6, 15. https://doi.org/10.1186/s13293–015–0032-z.
  46. Thomas P., Pang Y., Camilletti, M.A., Castelnovo L.F 2022. Functions of membrane progesterone receptors (mPRs, PAQRs) in nonreproductive tissues. Endocrinology. 163, bqac147. https://doi.org/10.1210/endocr/bqac147.
  47. Patra P.B, Patra S. 2013. Sex differences in the physiology and pharmacology of the lower urinary tract. Curr. Urol. 6, 179–188. https://doi.org/10.1159/000343536.
  48. Patra P.B., Thorneloe K.S., Laping N.J. 2009. Effect of estrogen and progesterone on urodynamics in conscious rat. Urology. 74, 463–466. https://doi.org/10.1016/j.urology.2008.12.046.
  49. Chen J., Zhou Y.X., Yu Y.L., Shen Z.J. 2008. Effects of sex hormones on bladder function and structure: Experiment with ovariectomized female rats. Zhonghua Yi Xue Za Zhi. 88, 1851–1854, Chinese. https://doi.org/10.3321/j.issn:0376–2491.2008.26.014.
  50. Rojas-Vega L., Reyes-Castro L.A., Ramírez V., Bautista-Pérez R., Rafael C., Castañeda-Bueno M., Meade P., de Los Heros P., Arroyo-Garza I., Bernard V., Binart N., Bobadilla N.A., Hadchouel J., Zambrano E., Gamba G. 2015. Ovarian hormones and prolactin increase renal NaCl cotransporter phosphorylation. Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 308, F799–F808. https://doi.org/10.1152/ajprenal.00447.2014.
  51. Elabida B., Edwards A., Salhi A., Azroyan A., Fodstad H., Meneton P., Doucet A., Bloch-Faure M., Crambert G. 2011. Chronic potassium depletion increases adrenal progesterone production that is necessary for efficient renal retention of potassium. Kidney Int. 80, 256–262. https://doi.org/10.1038/ki.2011.15.

Дополнительные файлы

Доп. файлы
Действие
1. JATS XML
Скачать
2. Рис. 1. Уровень экспрессии мРНК nPRs в органах самцов и самок крыс Wistar (нерепродуктивные ткани, n = 3, репродуктивные n = 5). Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение.

Скачать (599KB)
Метаданные
3. Рис. 2. Уровень экспрессии мРНК mPRα в органах самцов и самок крыс Wistar (нерепродуктивные ткани, n = 3, репродуктивные n = 5). Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение.

Скачать (602KB)
Метаданные
4. Рис. 3. Уровень экспрессии мРНК mPRβ в органах самцов и самок крыс Wistar (нерепродуктивные ткани, n = 3, репродуктивные n = 5). Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение.

Скачать (586KB)
Метаданные
5. Рис. 4. Уровень экспрессии мРНК mPRγ в органах самцов и самок крыс Wistar (нерепродуктивные ткани, n = 3, репродуктивные n = 5). Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение.

Скачать (545KB)
Метаданные
6. Рис. 5. Уровень экспрессии мРНК mPRδ в органах самцов и самок крыс Wistar (нерепродуктивные ткани, n = 3, репродуктивные n = 5). Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение.

Скачать (699KB)
Метаданные
7. Рис. 6. Уровень экспрессии мРНК mPRε в органах самцов и самок крыс Wistar (нерепродуктивные ткани, n = 3, репродуктивные n = 5). Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение.

Скачать (491KB)
Метаданные
8. Рис. 7. Уровень экспрессии мРНК PGRMC I в органах самцов и самок крыс Wistar (нерепродуктивные ткани, n = 3, репродуктивные n = 5). Данные представлены в виде среднего ± стандартное отклонение.

Скачать (698KB)
Метаданные
9. Рис. 8. Уровень экспрессии мРНК mPRs и PGRMC I в печени и селезенке самок и самцов (n = 3) и в семенниках крыс Wistar (n = 5). Данные представлены в виде среднее ± стандартное отклонение.

Скачать (1MB)
Метаданные

© Российская академия наук, 2024