Cell and Tissue BiologyCell and Tissue BiologyЦитология0041-37713034-6061The Russian Academy of Sciences67747010.31857/S0041377124050071DUNSPQArticlesСтатьиResearch ArticleHypochlorous acid – a potential secondary messenger in the process of neutrophils’ respiratory burst developmentХлорноватистая кислота – потенциальный вторичный мессенджер в процессе развития респираторного взрыва нейтрофиловSemenkovaG. N.СеменковаГ. Н.
Belarus
n.amaegberi@gmail.comZholnerevichI. I.ЖолнеревичИ. И.
Belarus
n.amaegberi@gmail.comMurinaM. A.МуринаМ. А.
Russian Federation
n.amaegberi@gmail.comAmaegberiN. V.АмаэгбериН. В.
Belarus
n.amaegberi@gmail.comRoshchupkinD. I.РощупкинД. И.
Russian Federation
n.amaegberi@gmail.comBelarusian State Medical UniversityБелорусский государственный медицинский университетBelarusian State UniversityБелорусский государственный университетLopukhin Federal Scientific and Clinical Center for Physical-Chemical Medicine of the Federal Medical and Biological AgencyФедеральный научно-клинический центр физико-химической медицины имени академика Ю.М. Лопухина Федерального медико-биологического агентстваPirogov Russian National Research Medical UniversityРоссийский национальный исследовательский медицинский университет им. Н.И. Пирогова15112024665-647148120032025Copyright ©; 2024, Russian Academy of SciencesCopyright ©; 2024, Российская академия наук2024Russian Academy of SciencesРоссийская академия наукhttps://vietnamjournal.ru/0041-3771/article/view/677470

Hypochlorous acid and hypochlorite ions are formed in the halogenating cycle of myeloperoxidase, localized mainly in neutrophils, and play a primary role in antimicrobial protection. The paper presents the results of a study of the effect of exogenous HOCl/OCl– in micromolar concentrations on the mechanisms of the “respiratory burst” formation by neutrophils stimulated to phagocytosis. It is shown that this oxidizer is capable of stimulating the functional activity of neutrophils, which is expressed in an increase in the yield of reactive oxygen and chlorine species (ROСS) and secretory degranulation of cells. Enhancement of the “respiratory burst” is associated with activation of NADPH oxidase, PI-3K, MAP kinase ERK1/2 and a decrease in the contribution of intracellular myeloperoxidase to ROСS production by neutrophils. It was found that HOCl/OCl– in the studied concentrations is capable of inhibiting myeloperoxidase activity. It is suggested that hypochlorous acid should be considered as a new potential secondary messenger regulating neutrophil functions.

Хлорноватистая кислота и гипохлорит-ионы (HOCl/OCl–) образуются в галогенирующем цикле миелопероксидазы, локализованной преимущественно в нейтрофилах, и играют первостепенную роль в антимикробной защите. В работе представлены результаты исследования влияния экзогенных HOCl/OCl– в микромолярных концентрациях на механизмы формирования респираторного взрыва стимулированными к фагоцитозу нейтрофилами. Показано, что этот окислитель способен оказывать стимулирующее действие на функциональную активность нейтрофилов, что выражается в увеличении выхода активных форм кислорода и хлора (АФКХ) и секреторной дегрануляции клеток. Усиление респираторного взрыва связано с активацией НАДФН-оксидазы, ФИ-3К, MAP-киназ ERK1/2 и уменьшением вклада внутриклеточной миелопероксидазы в продукцию АФКХ нейтрофилами. Установлено, что HOCl/OCl– в исследуемых концентрациях способны ингибировать активность миелопероксидазы. Сделано предположение, что хлорноватистую кислоту следует рассматривать в качестве нового потенциального вторичного мессенджера, регулирующего функции нейтрофилов.

hypochlorous acidNaOClneutrophilsreactive oxygen and chlorine speciesmyeloperoxidasesecretory degranulationнейтрофилыхлорноватистая кислотаNaOClактивные формы кислорода и хлорамиелопероксидазасекреторная дегрануляцияПравительство Республики БеларусьGovernment of the Republic of Belarus20115801Мурина М.А., Сергиенко В.И., Рощупкин Д.И. 1989. Прямое и косвенное противоагрегационное действие гипохлорита натрия на обогащенную тромбоцитами плазму крови. Бюл. экспер. биол. мед. Т. 107. № 12. С. 702. (Murina M.A., Sergienko V.I., Roshchupkin D.I. 1989. Direct and indirect antiaggregatory effect of sodium hypochlorite on platelet-rich blood plasma. Bull. Exp. Biol. Med. V. 107. No. 12. 2008. P. 702.)Мурина М.А., Рощупкин Д.И., Белакина Н.С., Филиппов С.В., Халилов Э.М. 2005. Усиленная люминолом хемилюминесценция стимулированных полиморфноядерных лейкоцитов: тушение тиолами. Биофизика. Т. 50. № 6. 1100. (Murina M.A., Roshchupkin D.I., Belakina N.S., Filippov S.V., Khalilov E.M. 2005. Luminol-enhanced chemiluminescence of stimulated polymorphonuclear leukocytes: quenching by thiols. Biophysics. V. 50. No. 6. P. 1100.)Рощупкин Д.И., Белакина Н.С., Мурина М.А. 2006. Усиленная люминолом хемилюминесценция полиморфноядерных лейкоцитов кролика: природа оксидантов, непосредственно вызывающих окисление люминола. Биофизика. Т. 51. № 1. С. 99. (Roshchupkin D.I., Belakina N.S., Murina M.A. 2006. Luminol-enhanced chemiluminescence of rabbit polymorphonuclear leukocytes: the nature of oxidants directly responsible for luminol oxidation, Biofizika. V. 51. No. 1. P. 99.)Семенкова Г.Н., Квачева З.Б., Жолнеревич И.И., Амаэгбери Н.В., Пинчук С.В. 2024. Гипохлорит-индуцированная модификация свойств астроцитов. Новости медико-биологических наук. Т. 24. № 1. С. 74. (Semenkova G.N., Kvacheva Z.B., Zholnerevich I.I., Amaegberi N.V., Pinchuk S.V. 2024. Hypochlorite-induced modification of astrocyte properties. News of medical and biological sciences. V. 24. No. 1. P. 74.)Ткачук В.А., Тюрин-Кузьмин П.А., Белоусов В.В., Воротников А.В. 2012. Пероксид водорода как новый вторичный посредник. Биологические мембраны. Т. 29. № 1–2. С. 21. (Tkachuk, V.A., Tyurin-Kuzmin P.A., Belousov V.V., Vorotnikov A.V. 2012. Hydrogen peroxide as a new secondary messenger. Biological membranes. V. 29. No. 1–2. P. 21.)Andrés C.M.C., Pérez de la Lastra J.M., Juan C.A., Plou F.J., Pérez-Lebeña E. 2022. Hypochlorous acid chemistry in mammalian cells-influence on infection and role in various pathologies. Int. J. Mol. V. 23. Art. ID 10735.Arnhold J., Malle E. 2022. Halogenation activity of mammalian heme peroxidases. Antioxidants. V. 11. P. 890.Bauer G. 2018. HOCl and the control of oncogenesis. J. Inorg. Biochem. V. 179. P. 10.Böyum A. 1976. Isolation of lymphocytes, granulocytes and macrophages. Scand. J. Immunol. V. 5. P. 9.Fernandes R.M. da Silva N.P., Sato E.I. 2012. Increased myeloperoxidase plasma levels in rheumatoid arthritis. Rheumatol. Int. V. 32. P. 1605.Fichman Y., Rowland L., Nguyen T.T., Chen S.-J., Mittler R. 2024. Propagation of a rapid cell-to-cell H2O2 signal over long distances in a monolayer of cardiomyocyte cells. Redox Biol. V. 70. Art. ID 103069.Folkes L.K., Candeias L.P., Wardman P. 1995. Kinetics and mechanisms of hypochlorous acid reactions. Arch. Biochem. Biophys. V. 323. P.120.Fu X., Kao J.L., Bergt C., Kassim S.Y., Huq N.P., d’Avignon A., Parks W.C., Mecham R.P., Heinecke J.W. 2004. Oxidative cross-linking of tryptophan to glycine restrains matrix metalloproteinase activity: specific structural motifs control protein oxidation. J. Biol. Chem. V. 279. P. 6209.Gamaley I.A., Kirpichnikova K.M., Klyubin I.V. 1994. Activation of murine macrophages by hydrogen peroxide. Cell Signal. V. 6. P. 949.Hampton M.B., Kettle A.J., Winterbourn C.C. 1998. Inside the neutrophil phagosome: oxidants, myeloperoxidase, and bacterial killing. Blood. V. 92. P. 3007.Hirsch E., Katanaev V.L., Garlanda C., Azzolino O., Pirola L., Silengo L., Sozzani S., Mantovani A., Altruda F., Wymann M.P. 2000. Central role for G protein-coupled phosphoinositide 3-Kinase γ in inflammation. Science. V. 287. P. 1049.Hu N., Qiu Y., Dong F. 2015. Role of Erk1/2 signaling in the regulation of neutrophil versus monocyte development in response to G-CSF and M-CSF. J. Biol. Chem. V. 290. P. 24561.Kato F., Tanaka M., Nakamura K. 1999. Rapid fluorometric assay for cell viability and cell growth using nucleic acid staining and cell lysis agents. Toxicol. in Vitro. V. 13. P. 923.Kettle A.J., Winterbourn C.C. 1994. Assays for the chlorination activity of myeloperoxidase. Methods Enzymol. V. 233. P. 502.Kulahava T.A., Semenkova G.N., Kvacheva Z.B., Cherenkevich S.N. 2007. Regulation of morphological and functional properties of astrocytes by hydrogen peroxide. Cell Tissue Biol. V. 1. Р. 8.Kuznetsova T., Kulahava T., Zholnerevich I., Amaegberi N., Semenkova G., Shadyro O., Arnhold J. 2017. Morphometric characteristics of neutrophils stimulated by adhesion and hypochlorite. Mol. Immunol. V. 87. P. 317.Lacy P. 2006. Mechanisms of degranulation in neutrophils. Allergy Asthma Clin. Immunol. V. 2. P. 98.Leopold J., Schiller J. 2024. (Chemical) Roles of HOCl in rheumatic diseases. Antioxidants (Basel). V. 13. P. 921.Morris J.C. 1966. The acid ionization constant of HOCl from 5 to 35. J. Phys. Chem. V. 70. № 12. P. 3798.Ndrepepa G. 2019. Myeloperoxidase – A bridge linking inflammation and oxidative stress with cardiovascular disease. Clin. Chim. Acta. V. 493. P. 36.Paclet M.-H., Laurans S., Dupré-Crochet S. 2022. Regulation of neutrophil NADPH oxidase, NOX2: a crucial effector in neutrophil phenotype and function. Cell Dev. Biol. V. 10. Art. ID 945749.Panasenko, O.M. Vakhrusheva T., Tretyakov V., Spalteholz H., Arnhold J. 2007. Influence of chloride on modification of unsaturated phosphatidylcholines by the myeloperoxidase/hydrogen peroxide/bromide system. Chem. Phys. Lipids. V. 149. P. 40.Pravalika K., Sarmah D., Kaur H., Wanve M., Saraf J., Kalia K., Borah A., Yavagal D.R., Dave K.R., Bhattacharya P. 2018. Myeloperoxidase and neurological disorder: a crosstalk. ACS Chem. Neurosci. V. 9. P. 421.Prütz W.A. 1996. Hypochlorous acid interactions with thiols, nucleotides, DNA, and other biological substrates. Arch. Biochem. Biophys. V. 332. P. 110.Pulli B., Ali M., Forghani R., Schob S., Hsieh K.L.C., Wojtkiewicz G., Linnoila J.J., Chen J.W. 2013. Measuring myeloperoxidase activity in biological samples. PLoS ONE. V. 8. Art. ID e67976.Ray R.S., Katyal A. 2016. Myeloperoxidase: bridging the gap in neurodegeneration. Neurosci. Biobehav. Rev. V. 68. P. 611.Schoonbroodt S., Legrand-Poels S., Best-Belpomme M., Piette J. 1997. Activation of the NF-κB transcription factor in a T-lymphocytic cell line by hypochlorous acid. Biochem. J. V. 321. P. 777.Shugar D. 1952. The measurement of lysozyme activity and the ultra-violet inactivation of lysozyme. Biochim. Biophys. Acta. V. 8. P. 302.Sies H. 2017. Hydrogen peroxide as a central redox signaling molecule in physiological oxidative stress: oxidative eustress. Redox Biol. V. 11. P. 613.Teng N., Maghzal G.J., Talib J., Rashid I., Lau A.K., Stocker R. 2017. The roles of myeloperoxidase in coronary artery disease and its potential implication in plaque rupture. Redox Rep. V. 22. P. 51.Ulfig A., Leichert L.I. 2021. The effects of neutrophil-generated hypochlorous acid and other hypohalous acids on host and pathogens. Cell. Mol. Life Sci. V. 78. P. 385.Vile G.F., Rothwell L.A., Kettle A.J. 1998. Hypochlorous acid activates the tumor suppressor protein p53 in cultured human skin fibroblasts. Arch. Biochem. Biophys. V. 359. P. 51.Wang Y., Chuan C.Y., Hawkins C.L., Davies M.J. 2022. Activation and inhibition of human matrix metalloproteinase-9 (MMP9) by HOCl, myeloperoxidase and chloramines. Antioxidants. V. 11. P. 1616.Weiss S.J. 1989. Tissue destruction by neutrophils. N. Engl. J. Med. V. 320. P. 365.Winter J., Ilbert M., Graf P.C.F., Ozcelik D., Jakob U. 2008. Bleach activates a redox-regulated chaperone by oxidative protein unfolding. Cell. V. 135. P. 691.Zeng M.Y., Miralda I., Armstrong C.L., Uriarte S.M., Bagaitkar J. 2019. The roles of NADPH oxidase in modulating neutrophil effector responses. Mol. Oral. Microbiol. V. 34. P. 27.